菌株TKU035係以烏賊軟骨粉為唯一碳/氮源，篩選自台灣北部土壤之一株胞外多醣及生物界面活性劑生產菌，經鑑定為Paenibacillus sp.。TKU035生產胞外多醣之較適培養條件為含有2%烏賊軟骨粉、0.1% K2HPO4及0.05% MgSO4．7H2O之100 mL液態培養基(pH 4)於37℃下震盪培養4天(150 rpm)。
    TKU035發酵所得上清液(4.03 g/L)經脫色、沉澱並利用Sevag reagent去蛋白，可得水溶性粗胞外多醣，再將粗胞外多醣以陰離子交換樹脂進行純化，所得純化之胞外多醣藉由HPLC分析得知其分子量約為5.07×104 Da。將胞外多醣(20 mg)利用4M鹽酸(10 mL)在90℃下水解5天，對水透析並收集含有胞外多醣分解成寡醣類物質之外液，利用核磁共振(NMR)光譜及基質輔助雷射脫附游離飛行時間質譜儀(MALDI-TOF)分析其寡醣組成。
    此外，培養第5天所得發酵上清液有較高的DPPH清除能力(75%)及較佳的總酚含量、還原力。微生物抑制測試顯示，TKU035之發酵上清液對黴菌(Fusarium oxysporum)和細菌(E. coli、Pseudomonas aeruginosa K187)皆有抑制效果。

In this study, an exopolysaccaride(EPS) and biosurfactant-producing strain was isolated from the soil in the northern Taiwan by using squid pen powder (SPP) as the sole carbon/nitrogen source and identified as Paenibacillus sp.. The optimal condition for EPS production was in 100 mL medium containing 2% squid pen powder(SPP), 0.1% K2HPO4 and 0.05% MgSO4‧7H2O(pH 4) incubation at 37oC for 4 days(150 rpm).
  The water-soluble crude EPS was obtained from the culture supernatant (4.03 g/L) by decoloring, precipitating and deproteinization with Sevag reagent. The crude EPS obtained was then purified subsequently by DEAE-Sepharose. The purified EPS showed molecular weight of 5.07 × 104 Da by HPLC. The EPS was hydrolyzed by 4M HCl at 90oC for 5 days, and the oligosaccharides obtained were collected by dialyzing against water. The oligosaccharide components were analyzed by using nuclear magnetic resonance (NMR) and matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry (MALDI-TOF).
  Additionally, DPPH free radical scavenging ability, total phenolic contents and reducing activity were all found highest at the 5th day-culture supernatant. TKU035 culture supernatant also showed antimicrobial activities against fungus of Fusarium oxysporum and bacteria of E. coli and Pseudomonas aeruginosa K187.

目錄
頁次
簽名頁
授權書
致謝‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧I
中文摘要‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧II
英文摘要‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧III
目錄‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧IV
圖目錄‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧VIII
表目錄‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧X

第一章  緒論‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧1

第二章  文獻回顧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧2
        2.1 類芽孢桿菌(paenibacillus)之簡介‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧2
        2.2 界面活性劑(surfactant)‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧3
        2.3 胞外多醣(exopolysaccharide，EPS)‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧6
        2.4 抗氧化力(antioxidant potency)‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧11
2.4.1 自由基(free radical)和活性氧物種(reactive oxygen species, ROS)‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧11
2.4.2 抗氧化劑(antioxidant)‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧11
        2.5 幾丁質(chitin)‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧13

第三章  材料與方法‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧15
        3.1 實驗菌株‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧15
3.2 實驗材料‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧15
3.3 實驗儀器‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧16
        3.4 實驗方法‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧17
3.4.1 菌株篩選‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧17
3.4.2 表面張力測量‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧17
3.4.3 總醣測定(H2SO4-Phenol法)‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧18
3.4.4 還原醣測定(DNS法)‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧18
        3.5 EPS較適生產條件探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧19
3.5.1 碳/氮源濃度探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧19
3.5.2 培養基體積探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧19
3.5.3 培養通氣量探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧20
3.5.4 培養溫度探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧20
3.5.5 培養基酸鹼值探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧21
3.5.6 培養時間探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧21
        3.6 EPS之分離純化‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧21
3.6.1 EPS之脫色與沉澱‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧21
3.6.2 EPS之去蛋白‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧22
3.6.3 EPS之陰離子交換樹脂‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧22
        3.7 EPS之分子量測定‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧23
        3.8 抗氧化活性測試‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧23
3.8.1 DPPH自由基清除能力測定‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧23
3.8.2 總酚含量測定‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧24
3.8.3 還原力測定‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧25
        3.9 微生物生長抑制試驗‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧25
3.9.1 黴菌抑制試驗‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧25
3.9.2 細菌抑制試驗‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧26
        3.10 EPS水解‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧26
        3.11 NMR測定‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧26

第四章  結果與討論‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧28
        4.1 生物界面活性劑/胞外多醣生產菌之篩選‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧28
        4.2 菌株鑑定‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧30
        4.3 EPS較適生產條件探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧34
4.3.1 碳/氮源濃度探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧34
4.3.2 培養基體積探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧34
4.3.3 培養通氣量探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧34
4.3.4 培養溫度探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧35
4.3.5 培養基酸鹼值探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧35
4.3.6 培養時間探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧35
4.3.7 EPS較適生產條件‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧36
        4.4 抗氧化分析‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧42
4.4.1 DPPH自由基清除能力測定‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧42
4.4.2 總酚含量測定‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧43
4.4.3 還原力測定‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧43
4.4.4 綜合結果‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧44
        4.5 微生物生長抑制之探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧50
4.5.1 黴菌抑制率之探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧50
4.5.2 細菌抑制率之探討‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧50
4.5.3 綜合結果‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧51
        4.6 胞外多醣分析與鑑定‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧55
4.6.1 胞外多醣製備‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧55
4.6.2 胞外多醣去蛋白‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧55
4.6.3 胞外多醣之純化‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧55
4.6.4 胞外多醣之分子量分析‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧56
4.6.5 胞外多醣之結構分析‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧56

第五章  結論‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧65

參考文獻‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧66

圖目錄
頁次
圖3.1 DPPH與抗氧化劑之反應‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧24
圖4.1 碳/氮源濃度對Paenibacillus sp. TKU035生產生物界面活性劑之影響‧‧‧29
圖4.2 Paenibacillus sp. TKU035之16S rDNA部分鹼基序列‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧31
圖4.3 TKU035進行NCBI/BLAST比對結果‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧32
圖4.4 不同碳氮源濃度對TKU035生產胞外多醣之影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧37
圖4.5 不同培養體積對TKU035生產胞外多醣之影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧37
圖4.6 不同的培養通氣量對TKU035生產胞外多醣之影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧38
圖4.7 不同培養溫度對TKU035生產胞外多醣之影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧38
圖4.8 不同培養基酸鹼值對TKU035生產胞外多醣之影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧39
圖4.9 培養時間對TKU035生產胞外多醣之影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧39
圖4.10 不同培養基酸鹼值對TKU035細菌生長之影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧40
圖4.11 不同發酵時間之TKU035上清液對DPPH自由基清除率的影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧45
圖4.12 沒食子酸(gallic acid)之標準曲線‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧47
圖4.13 不同發酵時間之TKU035上清液對總酚含量的影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧47
圖4.14 半胱胺酸(cysteine)之標準曲線‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧48
圖4.15 不同發酵時間之TKU035上清液對還原力的影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧48
圖4.16 DPPH自由基清除能力、總酚含量與還原力之關係圖‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧49
圖4.17 不同發酵時間之TKU035上清液對F. O抑制活性的影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧52
圖4.18 不同濃度之TKU035-D3上清液對F. O抑制活性的影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧52
圖4.19 不同發酵時間之TKU035上清液對E. coli抑制活性的影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧53
圖4.20 不同濃度之TKU035-D3上清液對E. coli抑制活性的影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧53
圖4.21 不同發酵時間之TKU035上清液對K187抑制活性的影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧54
圖4.22 不同濃度之TKU035-D3上清液對K187抑制活性的影響‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧54
圖4.23 Paenibacillus sp. TKU035生產胞外多醣製備流程圖‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧57
圖4.24 胞外多醣去蛋白流程圖‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧58
圖4.25 胞外多醣之DEAE-SepharoseTM Fast Flow層析圖譜‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧59
圖4.26 PSS-pulkit(Kit Pullulan 10 × 0.1g, Mp 342 - 48,800 Da)之HPLC層析圖‧60
圖4.27 胞外多醣之1H-NMR光譜‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧61
圖4.28 胞外多醣以HCl水解後之1H-NMR光譜‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧62
圖4.29 胞外多醣以HCl水解後之13C -NMR光譜‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧63
圖4.30 胞外多醣以HCl水解後之MALDI-TOF光譜‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧64

表目錄
頁次
表2.1 類芽孢桿菌的應用‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧3
表2.2 微生物所生產生物界面活性劑之主要類型‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧5
表2.3 胞外多醣之性質與功能特性‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧8
表2.4 胞外多醣生產菌之生長環境‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧10
表2.5 常見的天然抗氧化劑之種類‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧12
表2.6 幾丁質經X-ray繞射雙股螺旋及對稱軸分子的排列方向‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧14
表3.1 DNS試劑的組成‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧19
表4.1 Paenibacillus sp. TKU035之16S rDNA部分鹼基序列比對結果‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧33
表4.2 TKU035胞外多醣之較適生產條件‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧40
表4.3 微生物生產之胞外多醣特性比較‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧41
表4.4 微生物來源之DPPH自由基清除能力比較‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧‧46

參考文獻
(1)	Kumar, A. S.; Mody, K.; Jha, B. Bacterial exopolysaccharides – a perception. J. Basic Microbiol. 2007, 47, 103-117.
(2)	Liu, J.; Luo, J.; Ye, H.; Sun, Y.; Lu, Z. X.; Zeng, X. X. Production, characterization and antioxidant activities in vitro of exopolysaccharides from endophytic bacterium Paenibacillus polymyxa EJS-3. Carbohydr. Polym. 2009, 78, 275-281.
(3)	Wang, S. L.; Yeh, P. Y. Production of a surfactant- and solvent- stable alkaliphilic protease by bioconversion of shrimp shell wastes fermented by Bacillus subtilis TKU007. Process Biochem. 2006, 41, 1545-1552.
(4)	Najafi, A. R.; Rahimpour, M. R.; Jahanmiri, A. H.; Roostaazad, R.; Arabian, D.; Soleimani, M.; Jamshidnejad, Z. Interactive optimization of biosurfactant production by Paenibacillus alvei ARN63 isolated from an Iranian oil well. Colloids Surf., B: Biointerfaces 2011, 82, 33-39.
(5)	Lu, F. X.; Lu, Z. X.; Bie, X. M.; Yao, Z. Y.; Wang, Y. F.; Lu, Y. P.; Guo, Y. Purification and characterization of a novel anticoagulant and fibrinolytic enzyme produced by endophytic bacterium Paenibacillus polymyxa EJS-3. Thromb. Res. 2010, 126, e349-e355.
(6)	Nielsen, P.; Sorensen, J. Multi-target and medium-independent fungal antagonism by hydrolytic enzymes in Paenibacillus polymyxa and Bacillus pumilus strains from barley rhizosphere. FEMS Microbiol. Ecol. 1997, 22, 183-192.
(7)	Choi, K. K.; Park, C. W.; Kim, S.Y.; Lyoo, W. S.; Lee, S. H.; Lee, J. W. Polyvinyl alcohol degradation by Microbacterium barkeri KCCM 10507 and Paeniblacillus amylolyticus KCCM 10508 in dyeing wastewater. J. Microbiol. Biotechnol. 2004, 14, 1009-1013.
(8)	Konishi, J.; Maruhashi, K. 2-(2'-Hydroxyphenyl)benzene sulfinate desulfinase from the thermophilic desulfurizing bacterium Paenibacillus sp. strain A11-2: purification and characterization. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2003, 62, 356-361.
(9)	Raza, W.; Makeen, K.; Wang, Y.; Xu, Y.; Qirong, S. Optimization, purification, characterization and antioxidant activity of an extracellular polysaccharide produced by Paenibacillus polymyxa SQR-21. Bioresour. Technol. 2011, 102, 6095-6103.
(10)	Ghojavand, H.; Vahabzadeh, F.; Roayaei, E.; Shahraki, A. K. Production and properties of a biosurfactant obtained from a member of the Bacillus subtilis group(PTCC 1696). J. Colloid Interface Sci. 2008, 324, 172-176.
(11)	Lee, S. C.; Lee, S. J.; Kim, S. H.; Park, I. H.; Lee, Y. S.; Chung, S. Y.; Choi, Y. L. Characterization of new biosurfactant produced by Klebsiella sp. Y6-1 isolated from waste soybean oil. Bioresour. Technol. 2008, 99, 2288-2292.
(12)	Baek, K. H.; Kim, H. S.; Moon, S. H.; Lee, I. S.; Oh, H. M.; Yoon, B. D. Effects of soil types on the biodegradation of crude oil by Nocardia sp. H17-1. J. Microbiol. Biotechnol. 2004, 14, 901-905.
(13)	Cirigliano, M. C.; Carman, G. M. Purification and characterization of liposan, a bioemulsifier from Candida lipolytica. Appl. Environ. Microbiol. 1985, 50, 846-850.
(14)	Gerhardt, P.; Costilow, R. N.; Krieg, N. R.; Murray, R. G. E.; Nester, E. W.; Phillips, G. B.; Wood, W. A. Manual of methods for general bacteriology, American Society for Microbiology, NY, USA, 1981.
(15)	Mulligan, C. N. Environmental applications for biosurfactants. Environ. Pollut. 2005, 133, 183-198.
(16)	Mulligan, C. N.; Gibbs, B. F. Factors influencing the economics of biosurfactants. In Biosurfactants, Production, Properties, Applications. Kosaric, N. (Ed.): Marcel Dekker, New York, 1993, 329-371.
(17)	Rosen, M. J. Surfactants and interfacial phenomena. Wiley- Interscience, New York, 1978, 174.
(18)	Agarwal, P.; Sharma, D. K. Studies on the production of biosurfactant for the microbial enhanced oil recovery by using bacteria isolated from oil contaminated wet soil. Pet. Sci. Technol. 2009, 27, 1880-1893.
(19)	Holden, T. How to select hazardous waste treatment technologies for soils and sludges. Pollution Technol. Rev. 1989, 163.
(20)	Thavasi, R.; Nambaru, V. R. M. S.; Jayalakshmi, S.; Balasubramanian, T.; Banat, I. M. Biosurfactant production by Azotobacter chroococcum isolated from the marine environment. Mar. Biotechnol. 2009, 11, 551-556.
(21)	Desai, J. D.; Banat, I. M. Microbial production of surfactants and their commercial potential. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1997, 61, 47-64.
(22)	Zajic, J. E.; Guignard, H.; Gerson, D. F. Properties and biodegradation of a bioemulsifier from Corynebacterium hydrocarboclastus. Biotechnol. Bioeng. 1977, 19, 1303-1320.
(23)	Rosen, M. J. Surfactants and interfacial phenomena 3rd ed. John Wiley & Sons, Inc. 2004, USA.
(24)	Makkar, R. S.; Cameotra, S. S. Biosurfactant production by microorganisms on unconventional carbon sources. J. Surfactants Deterg. 1999, 2, 237-241.
(25)	Angelova, B.; Schmauder, H.-P. Lipophilic compounds in biotechnology-interactions with cells and technological problems. J. Biotechnol. 1999, 67, 13-32.
(26)	Bodour, A. A.; Drees, K. P.; Maier, R. M. Distribution of biosurfactant-producing bacteria in undisturbed and contaminated arid southwestern soils. Appl. Environ. Microbiol. 2003, 69, 3280-3287.
(27)	Ilori, M. O.; Amobi, C. J.; Odocha, A. C. Factors affecting biosurfactant production by oil degrading Aeromonas spp. isolated from a tropical environment. Chemosphere 2005, 61, 985-992.
(28)	Bento, F. M.; Camargo, F. A. de O.; Okeke, B. C.; Frankenberger, W. T. Diversity of biosurfactant producing microorganisms isolated from soils contaminated with diesel oil. Microbiol. Res. 2005, 160, 249-255.
(29)	Olivera, N. L.; Nievas, M. L.; Lozada, M.; del Prado, G..; Dionisi, H. M.; Sineriz, F. Isolation and characterization of biosurfactant- producing Alcanivorax strains: hydrocarbon accession strategies and alkane hydroxylase gene analysis. Res. Microbiol. 2009, 160, 19-26.
(30)	Das, P.; Mukherjee, S.; Sen, R. Antimicrobial potential of a lipopeptide biosurfactant derived from a marine Bacillus circulans. J. Appl. Microbiol. 2008, 104, 1675-1684.
(31)	Yakimov, M. M.; Golyshin, P. N.; Lang, S.; Moore, E. R. B.; Abraham, W.-R.; Lunsdorf, H.; Timmis, K. N. Alcanivorax borkumensis gen. nov., sp. nov., a new, hydrocarbon-degrading and surfactant-producing marine bacterium. Int. J. Syst. Bacteriol. 1998, 48, 339-348.
(32)	Banat, I. M.; Makkar, R. S. ; Cameotra, S. S. Potential commercial applications of microbial surfactants. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2000, 53, 495-508.
(33)	Poli, A.; Kazak, H.; Gurleyendağ, B.; Tommonaro, G.; Pieretti, G.; Oner, E. T.; Nicolaus, B. High level synthesis of levan by a novel Halomonas species growing on defined media. Carbohydr. Polym. 2009, 78, 651-657.
(34)	Iyer, A.; Mody, K.; Jha, B. Emulsifying properties of a marine bacterial exopolysaccharide. Enzyme Microb. Technol. 2006, 38, 220-222.
(35)	Martinez-Canovas, M. J. ; Quesada, E.; Martinez-Checa, F.; Bejar, V. A taxonomic study to establish the relationship between exopolysaccharide-producing bacterial strains living in diverse hypersaline habitats. Curr. Microbiol. 2004, 48, 348-353.
(36)	Mahapatra, S.; Banerjee, D. Evaluation of in vitro antioxidant potency of exopolysaccharide from endophytic Fusarium solani SD5. Int. J. Biol. Macromol. 2013, 53, 62-66.
(37)	Lee, S. Y.; Park, S. J.; Park, J. P.; Lee, Y.; Lee, S. H. Economic aspects of biopolymer production. Biopolymers, 2003, 10, 307-337.
(38)	Nwodo, U. U.; Green, E.; Okoh, A. I. Bacterial Exopolysaccharides: Functionality and Prospects. Int. J. Mol. Sci. 2012, 13, 14002-14015.
(39)	Roger, O.; Kervarec, N.; Ratiskol, J.; Colliec-Jouault, S.; Chevolot, L. Structural studies of the main exopolysaccharide produced by the deep-sea bacterium Alteromonas infernos. Carbohydr. Res. 2004, 339, 2371-2380.
(40)	Raguenes, G. H. C.; Peres, A.; Ruimy, R.; Pignet, P.; Christen, R.; Loaec, M.; Rougeaux, H.; Barbier, G.; Guezennec, J. G. Alteromonas infernus sp. nov., a new polysaccharide-producing bacterium isolated from a deep-sea hydrothermal vent. J. Appl. Microbiol. 1997, 82, 422-430.
(41)	Maugeri, T. L.; Gugliandolo, C.; Caccamo, D.; Panico, A.; Lama, L.; Gambacorta, A.; Nicolaus, B. A halophilic thermotolerant Bacillus isolated from a marine hot spring able to produce a new exopolysaccharide. Biotechnol. Lett. 2002, 24, 515-519.
(42)	Bouchotroch, S.; Quesada, E.; del Moral, A.; Llamas, I.; Bejar, V. Halomonas maura sp. nov., a novel moderately halophilic, exopolysaccharide-producing bacterium. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001, 51, 1625-1632.
(43)	Poli, A.; Moriello, V. S.; Esposito, E.; Lama, L.; Gambacorta, A.; Nicolaus, B. Exopolysaccharide production by a new Halomonas strain CRSS isolated from saline lake Cape Russell in Antarctica growing on complex and defined media. Biotechnol. Lett. 2004, 26, 1635-1638.
(44)	Arias, S.; del Moral, A.; Ferrer, M. R.; Tallon, R.; Quesada, E.; Bejar, V. Mauran, an exopolysaccharide produced by the halophilic bacterium Halomonas maura, with a novel composition and interesting properties for biotechnology. Extremophiles 2003, 7, 319-326.
(45)	Mata, J. A.; Bejar, V.; Llamas, I.; Arias, S.; Bressollier, P. ; Tallon, R. ; Urdaci, M. C.; Quesada, E. Exopolysaccharides produced by the recently described halophilic bacteria Halomonas ventosae and Halomonas anticariensis. Res. Microbiol. 2006, 157, 827-835.
(46)	Gonzalez-Domenech, C. M.; Martinez-Checa, F.; Quesada, E.; Bejar, V. Halomonas cerina sp. nov., a moderately halophilic, denitrifying, exopolysaccharide-producing bacterium. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008, 58, 803-809.
(47)	Matsunaga, T.; Sudo, H.; Takemasa, H.; Wachi, Y.; Nakamura, N. Sulfated extracellular polysaccharide production by the halophilic cyanobacterium Aphanocapsa halophytia immobilized on light- diffusing optical fibers. Appl. Microbiol. Biotechnol. 1996, 45, 24-27.
(48)	Seifried, H. E.; Anderson, D. E.; Fisher, E. I.; Milner, J. A. A review of the interaction among dietary antioxidants and reactive oxygen species. J. Nutr. Biochem. 2007, 18, 567-579.
(49)	Valko, M.; Leibfritz, D.; Moncol, J.; Cronin, M. T. D.; Mazur, M.; Telser, J. Free radicals and antioxidants in normal physiological functions and human disease. Int. J. Biochem. Cell Biol. 2007, 39, 44-84.
(50)	Grice, H. C. Safety evaluation of butylated hydroxyanisole from the perspective of effects on forestomach and oesophageal squamous epithelium. Food Chem. Toxicol. 1988, 26, 717-723.
(51)	Luo, D.; Fang, B. Structural identification of ginseng polysaccharides and testing of their antioxidant activities. Carbohydr. Polym. 2008, 72, 376-381.
(52)	Sun, C.; Wang, J. W.; Fang, L.; Gao, X. D.; Tan, R. X. Free radical scavenging and antioxidant activities of EPS2, an exopolysaccharide produced by a marine filamentous fungus Keissleriella sp. YS 4108. Life Sci. 2004, 75, 1063-1073.
(53)	Yu, R,; Yang, W.; Song, L.; Yan, C.; Zhang, Z.; Zhao, Yu. Structural characterization and antioxidant activity of a polysaccharide from the fruiting bodies of cultured Cordyceps militaris. Carbohydr. Polym. 2007, 70, 430–436.
(54)	Deshpande, M. V. Enzymatic degradation of chitin and its biological applications. J. Sci. Ind. Res. 1986, 45, 273-281.
(55)	Ohtakara, A.; Matsunaga, H.; Mitsutomi, M. Action pattern of Streptomyces griseus chitinase on partially N-Acetylated chitosan. Agric. Biol. Chem. 1990, 54, 3191-3199.
(56)	Wang, S. L.; Kao, T. Y.; Wang, C. L.; Yen, Y. H.; Chern, M. K.; Chen, Y. H. A solvent stable metalloprotease produced by Bacillus sp. TKU004 and its application in the deproteinization of squid pen for β-chitin preparation. Enzyme Microb. Technol. 2006, 39, 724-731.
(57)	Kumar, M. N. V. R. A review of chitin and chitosan applications. React. Funct. Polym. 2000, 46, 1-27.
(58)	Tamai, Y.; Miyatake, K.; Okamoto, Y.; Takamori, Y.; Sakamoto, K.; Minami, S. Enhanced healing of cartilaginous injuries by N-acetyl-D-glucosamine and glucuronic acid. Carbohydr. Polym. 2003, 54, 251-262.
(59)	Dubois, M.; Gilles, K. A.; Hamilton, J. K.; Rebers, P. A.; Smith, F. Colorimetric method for determination of sugars and related substances. Anal. Chem. 1956, 28, 350-356.
(60)	Miller, G. L. Use of dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing sugar. Anal. Chem. 1959, 31, 426-428.
(61)	Staub, A. M. Removal of protein-Sevag method. Methods in Carbohydrate Chemistry 1965, 5, 5-6.
(62)	Shimada, K.; Fujikawa, K.; Yahara, K.; Nakamura, T. Antioxidative properties of xanthan on the autoxidation of soybean oil in cyclodextrin emulsion. J. Agric. Food. Chem. 1992, 40, 945-948.
(63)	Yen, G. C.; Hsieh, C. L. Antioxidant activity of extracts from Du-zhong(Eucommia ulmoides) toward various lipid peroxidation models in vitro. J. Agric. Food. Chem. 1998, 46, 3952-3957.
(64)	Oyaizu, M. Studies on products of browning reaction: Antioxidative activities of products of browning reaction prepared from glucosamine. The Japanese Journal of Nutrition and Dietetics 1986, 44, 307-315.
(65)	曾詩純。2013。Paenibacillu mucilaginosus TKU032生產生物界面活性劑與胞外多醣之條件與特性分析：90-118。淡江大學化學學系碩士班碩士論文。台北。
(66)	Freitas, F.; Alves, V. D.; Pais, J.; Carvalheira, M.; Costa, N.; Oliveira, R.; Reis, M. A. M. Production of a new exopolysaccharide (EPS) by Pseudomonas oleovorans NRRL B-14682 grown on glycerol. Process Biochem. 2010, 45, 297-305.
(67)	Wang, C. L.; Huang, T. H.; Liang, T. W.; Fang, C. Y.; Wang, S. L. Production and characterization of exopolysaccharides and antioxidant from Paenibacillus sp. TKU023. New Biotechnol. 2011, 28, 559-565.
(68)	Liang, T. W.; Wu, C. C.; Cheng, W. T.; Chen, Y. C.; Wang, C. L.; Wang, I. L.; Wang, S. L. Exopolysaccharides and antimicrobial biosurfactants produced by Paenibacillus macerans TKU029. Appl. Biochem. Biotechnol. 2014, 172, 933-950.
(69)	Mahapatra, S.; Banerjee, D. Optimization of a bioactive exopolysaccharide production from endophytic Fusarium solani SD5. Carbohydr. Polym. 2013, 97, 627-634.
(70)	Onbaslia, D.; Aslim, B. Effects of some organic pollutants on the exopolysaccharides (EPSs) produced by some Pseudomonas spp. strains. J. Hazard. Mater. 2009, 168, 64-67.
(71)	Scalzo, R. L. Organic acids influence on DPPH scavenging by ascorbic acid. Food Chem. 2008, 107, 40-43.
(72)	Wang, S. L.; Liou, J. Y.; Liang, T. W. ; Liu, K. C. Conversion of squid pen by using Serratia sp. TKU020 fermentation for the production of enzymes, antioxidants, and N-acetyl chitooligosaccharides. Process Biochem. 2009, 44, 854-861.
(73)	Wang, S. L.; Chen, T. R.; Liang, T. W.; Wu, P. C. Conversion and degradation of shellfish wastes by Bacillus cereus TKU018 fermentation for the production of chitosanases and bioactive materials. Biochem. Eng. J. 2009, 48, 111-117.
(74)	Wang, S. L.; Liu, K. C.; Liang, T. W.; Kuo, Y. H.; Wang, C. Y. In vitro antioxidant activity of liquor and semi-purified fractions from fermented squid pen biowaste by Serratia ureilytica TKU013. Food Chem. 2010, 119, 1380-1385.
(75)	Wang, S. L.; Chao, C. H.; Liang, T. W.; Chen, C. C. Purification and characterization of protease and chitinase from Bacillus cereus TKU006 and conversion of marine wastes by these enzymes. Mar. Biotechnol. 2009, 11, 334-344.
(76)	Wang, S. L.; Peng, J. H.; Liang, T. W.; Liu, K. C. Purification and characterization of a chitosanase from Serratia marcescens TKU011. Carbohydr. Res. 2008, 343, 1316-1323.
(77)	Moktan, B.; Saha, J.; Sarkar, P. K. Antioxidant activities of soybean as affected by Bacillus-fermentation to kinema. Food Res. Int. 2008, 41, 586-593.
(78)	Gulcina, I.; Kufrevioğlu, O. İ.; Oktayb, M.; Buyukokuroğlu, M. E. Antioxidant, antimicrobial, antiulcer and analgesic activities of nettle (Urtica dioica L.). J. Ethnopharmacol. 2004, 90, 205-215.
(79)	Duh, P. D.; Yen, G. C. Antioxidative activity of three herbal water extracts. Food Chem. 1997, 60, 639-645.